Química

Western blot

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Área de especialización - bioquímica

El Western Blot es un método analítico para la detección específica de proteínas. En el primer paso, la mezcla que contiene la proteína deseada se separa en un gel de electroforesis. Las proteínas separadas se transfieren a una membrana. Allí se pueden identificar con la ayuda de un anticuerpo marcado que se une específicamente a la proteína a detectar.

Ver también: blot

Unidades de aprendizaje en las que se trata el término

Laboratorio 3: hibridación de ADN90 min.

BioquímicaMétodos de trabajoPasantía en ingeniería genética

Realizar una hibridación de ADN


Electroforesis en gel

Electroforesis en gel (Partes de la palabra: gel | electro | phoresis - esta última derivada del griego. pherein φερειν = llevar) es un método analítico utilizado en química y biología molecular para separar diferentes tipos de moléculas. Una mezcla de moléculas a separar migra bajo la influencia de un campo eléctrico (ver también: Electroforesis) a través de un gel que se encuentra en una solución tampón iónica. Dependiendo del tamaño y la carga de las moléculas, se mueven a diferentes velocidades a través del gel, que actúa como un tamiz molecular. Las moléculas pequeñas con carga negativa (aniones) migran más rápidamente en la dirección del ánodo con carga positiva y las moléculas con carga positiva (cationes) en la dirección del cátodo con carga negativa. Las teorías subyacentes son complementarias Teoría del tamiz de Ogston y el Teoría de la reptación. Mientras que la teoría del tamiz describe la retención de macromoléculas esféricas (por ejemplo, proteínas o micelas) a través de una porosidad definida de la matriz de gel, la teoría de reptación se ocupa de la retención de macromoléculas a través de la fricción de macromoléculas no esféricas en la matriz de gel (por ejemplo, # 160B. ADN y ARN).


Principio común

El material a examinar (ADN, ARN o proteínas) se separa mediante electroforesis en gel. Luego se transfiere a un filtro (generalmente nitrocelulosa) (el blotting real) y se fija allí de manera irreversible. En el siguiente paso, se agrega una sonda de gen o un anticuerpo mayormente marcado radiactivamente. Estos solo se adhieren a la secuencia buscada (hibridación). Las sondas no unidas se lavan y el filtro se coloca sobre una película de rayos X, que es expuesta por las sondas radiactivas y muestra así los resultados de la electroforesis.


Evaluación y análisis de proteínas con Western blot

El curso Western Blot está dirigido a usuarios experimentados y principiantes. Los conceptos básicos importantes se discuten antes de pipetear, realizar y evaluar el trabajo de laboratorio.

El contenido del curso consta de tres partes, incluidas las siguientes:

  • Descripción general del historial de tipos de manchas
  • Representación de la preparación de la muestra
  • Discusión y elección de tampones de lisis
  • Representación de inhibidores de tampón de lisis como. p. ej., inhibidores de proteasa
  • Introducción a diversas determinaciones de proteínas.
  • Discusión de las opciones de preparación de muestras para muestras de proteínas nativas y no reductoras
  • Discusión de los parámetros de la electroforesis como la determinación del tamaño de los poros y el uso de diferentes geles como B. Geles de SDS de tricina
  • Representación de diferentes métodos y sistemas de transferencia de proteínas.
  • Visión general de la visualización de proteínas en geles y membranas.
  • Opciones de inmunotinción para transferencias Western
  • Realización de una electroforesis en gel SDS-PAGE con diferentes muestras, así como un ciclo de transferencia semiseco
  • Implementación de una inmunotinción con detección de quimioluminiscencia
  • Excel como herramienta para la evaluación de datos de Western blot independiente del dispositivo
  • Evaluación conjunta de los datos de laboratorio producidos
  • Digitalización de bandas de proteínas y cuantificación con ImageJ y Excel como herramienta, entre otras cosas mediante el uso de fórmulas como B. Suma, media, desviación estándar, etc.
  • Discusión de casos de resolución de problemas

La licencia de estudios se puede reclamar para el curso de acuerdo con la sección 11 de la Ley de Licencia de Estudios de Berlín (BiUrlG).

El curso tiene una duración de 2 días y ofrece conocimientos teóricos así como trabajo práctico en el laboratorio S1 y evaluación de proteínas en un solo puesto de trabajo.

Tamaño del grupo:
Máximo 10 participantes. El curso solo se llevará a cabo una vez que se haya alcanzado el número mínimo de participantes.

Grupo objetivo:
El grupo objetivo incluye empleados en el campo técnico y científico, así como técnicos de laboratorio con formación profesional completa y empleados de las ciencias biológicas y de la vida e instituciones médicas con experiencia en laboratorio.

Requerimientos:
El curso está dirigido a usuarios experimentados y principiantes.

Precio del curso:
708,05 euros por participante IVA incluido.


Aplicación en biología

En bioquímica, la fosfatasa alcalina se usa junto con un sustrato cromogénico para varios métodos de detección (tinción):

  • Tinción de anticuerpos en Western blot para la detección de proteínas
  • en Northern Blot y Southern Blot para la detección de ARN o ADN
  • en el en el lugar-Hibridación para la detección de ARN

BCIP en relación con NBT se usa a menudo como sustrato cromogénico, que se convierte en un tinte azul índigo por la fosfatasa alcalina.

En biología molecular, la fosfatasa alcalina de intestino de ternera (fosfatasa alcalina de intestino de ternero) y de camarón (fosfatasa alcalina de camarón) se utiliza para la desfosforilación del ADN lineal.


Mancha del norte

De El Mancha del norte es un método de biología molecular para transferir (transferencia) el ARN separado en electroforesis en gel sobre una membrana (papel de diazobenciloximetilo (DBM) o, bajo ciertas condiciones, nitrocelulosa o nailon). El marcaje específico de secuencias de ARN en la membrana es posible mediante la hibridación con sondas de genes complementarios.

El nombre Mancha del norte aludía al nombre desarrollado por Edwin Southern Método de Southern blot seleccionado (en el que se transfiere ADN en lugar de ARN). El nombre es una alusión porque los puntos cardinales no tienen nada que ver con el procedimiento.

los Mancha del norte El método fue introducido en 1977 por James Alwine, James Kemp y George R. Stark en la Universidad de Stanford & # 911 & # 93 para el papel de diazobenciloximetil (DBM), y en 1980 por Patricia Thomas & # 912 & # 93 como en la versión más simple. Mancha sureña cambió a nitrocelulosa. En 1979 G. Stark desarrolló otro método de transferencia (para la separación de proteínas), al que llamó Western Blot, una continuación del juego de palabras.


Las desventajas del western blot

La inmunotransferencia es uno de los procedimientos más comunes utilizados en los laboratorios bioquímicos. Básicamente, las proteínas se separan de una muestra por tamaño y luego se analizan usando anticuerpos para determinar si una proteína en particular está presente. Es útil no solo en investigación, sino también en laboratorios médicos o de diagnóstico. Las pruebas tanto para el VIH como para la enfermedad de Lyme incluyen, por ejemplo, un ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA), seguido de una transferencia de Western si el ELISA es positivo. Sin embargo, a pesar de su popularidad, Western Blot tiene varias desventajas.

Las transferencias de Western clásicas no son cuantitativas. En otras palabras, si bien pueden decirles a los investigadores si una proteína en particular está presente, no pueden cuantificar cuánta proteína está presente. Algunas empresas de biotecnología están vendiendo kits que permiten a los investigadores o técnicos de laboratorio cuantificar la cantidad de proteína presente utilizando una curva estándar, pero esto solo funciona cuando hay disponibles muestras puras de la misma proteína. Además, el peso molecular de una proteína solo se puede estimar mediante transferencia Western, en lugar de determinarse exactamente como se hace mediante espectrometría de masas.

Solo se puede realizar una transferencia de Western si se dispone de anticuerpos primarios contra la proteína de interés. Los anticuerpos para muchas proteínas diferentes están disponibles en empresas de biotecnología, pero no son baratos. Si los anticuerpos primarios no están disponibles para una proteína en particular, no es posible realizar una transferencia de Western para buscar esa proteína en particular. Además, los investigadores pueden querer determinar si una proteína se ha modificado de alguna manera, por ejemplo, si ha sido fosforilada (que tiene un grupo fosfato unido a ella), y utilizando la técnica de Western blot, necesitan anticuerpos específicos para la modificación. Proteína.

Puede ser difícil hacer una transferencia Western correctamente y obtener buenos resultados. Por lo tanto, los empleados deben estar bien capacitados. Como ocurre con muchas otras cosas, la experiencia es quizás el mejor tutor, incluso para un técnico experimentado, un western blot consume mucho tiempo. Por ejemplo, la parte de electroforesis en gel del experimento durará típicamente de una a dos horas. Por supuesto, se pueden realizar otras tareas mientras el gel se está ejecutando, pero el experimento aún tardará algún tiempo en producir resultados.

A veces, los anticuerpos pueden unirse fuera del objetivo. lo que puede conducir a peores resultados. Además, en la transferencia Western, está utilizando un anticuerpo contra una proteína específica, por lo que sus resultados solo le dirán si esa proteína estaba presente. En contraste con esto, la espectrometría de masas de alta resolución muestra todas las proteínas presentes en una muestra y, a diferencia del clásico Western blot, es cuantitativa. Por supuesto, es importante recordar que la espectrometría de masas es mucho más cara y también técnicamente exigente en comparación con la transferencia Western.


En 1975, Edwin Southern introdujo el primer método de transferencia para la detección de fragmentos de ADN y lo llamó Southern Blot. En base a esto, la detección de ARN se denominó Northern Blot y la detección de proteínas como Western Blot.

Antes de la transferencia de Western real, la mezcla de proteínas debe separarse. Un ejemplo aquí sería SDS-PAGE, en el que las proteínas migran a diferentes distancias en un gel de poliacrilamida en el campo eléctrico según su tamaño. Una vez que las proteínas se han "clasificado", se transfieren a una membrana de PVDF o nitrocelulosa con la ayuda de un campo eléctrico adicional, que es perpendicular al gel.

Estructura esquemática de una transferencia Western: portaobjetos (a), esponjas (b), papeles Wattman delgados (c) y gruesos (d), membrana PVDF (e), gel de poliacrilamida (f)


Las bandas de proteínas ahora están firmemente unidas a la membrana y ahora pueden detectarse utilizando varios métodos. Los anticuerpos que se unen a una proteína específica (por ejemplo, proteína de virus) se utilizan con mayor frecuencia aquí. Para lograr un resultado, los sitios de unión libres en la membrana deben primero bloquearse con proteínas que no pueden ser reconocidas por los anticuerpos. Para hacer esto, la membrana se trata con, por ejemplo, albúmina de suero bovino o una solución de leche en polvo.

Luego se aplican dos anticuerpos diferentes a la membrana. Los anticuerpos primarios mono o policlonales específicos se unen inicialmente a la proteína en cuestión. Después de eliminar los anticuerpos que se unen de forma no específica mediante lavado, la membrana se trata con un anticuerpo secundario. El anticuerpo secundario se une a la región Fc del anticuerpo primario y, por ejemplo, se acopla a una enzima que cataliza una reacción de color.

Una vez aplicados los anticuerpos, la membrana se lava varias veces para eliminar todo el exceso de anticuerpos. La reacción de color catalizada ahora puede iniciarse añadiendo un sustrato apropiado. La reacción de color deseada se puede observar en las bandas en las que se encuentra la proteína de interés.

Alternativamente, el anticuerpo secundario también puede marcarse radiactivamente, lo que permite la detección en papel fotográfico.

Otra posibilidad es utilizar anticuerpos secundarios acoplados a peroxidasa de rábano picante, que permiten detectar la proteína por quimioluminiscencia.


Contenido

Edición de SDS-PAGE

SDS-PAGE, electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio, describe una colección de técnicas relacionadas para separar proteínas de acuerdo con su movilidad electroforética (una función del peso molecular de una cadena polipeptídica) mientras se encuentran en el estado desnaturalizado (desplegado). En la mayoría de las proteínas, la unión de SDS a la cadena polipeptídica imparte una distribución uniforme de carga por unidad de masa, lo que da como resultado un fraccionamiento por tamaño aproximado durante la electroforesis.

El SDS es un agente detergente fuerte que se utiliza para desnaturalizar las proteínas nativas en polipéptidos individuales desplegados. Cuando una mezcla de proteínas se calienta a 100 ° C en presencia de SDS, el detergente envuelve la estructura polipeptídica. En este proceso, las cargas intrínsecas de los polipéptidos se vuelven insignificantes en comparación con las cargas negativas aportadas por SDS. Por tanto, los polipéptidos después del tratamiento se convierten en estructuras en forma de varilla que poseen una densidad de carga uniforme, es decir, la misma carga negativa neta por unidad de longitud. Las movilidades electroforéticas de estas proteínas serán una función lineal de los logaritmos de sus pesos moleculares.

Los geles nativos, también conocidos como geles no desnaturalizantes, analizan proteínas que todavía están en su estado plegado. Por lo tanto, la movilidad electroforética depende no solo de la relación carga-masa, sino también de la forma física y el tamaño de la proteína.

PÁGINA nativa azul Editar

BN-PAGE es una técnica de PAGE nativa, donde el colorante Coomassie Brilliant Blue proporciona las cargas necesarias a los complejos de proteínas para la separación electroforética. [1] [2] La desventaja de Coomassie es que, al unirse a las proteínas, puede actuar como un detergente provocando la disociación de los complejos. Otro inconveniente es la posible extinción de la quimioluminiscencia (por ejemplo, en ensayos de actividad o detección de Western blot posteriores) o la fluorescencia de proteínas con grupos protésicos (por ejemplo, hemo o clorofila) o marcadas con tintes fluorescentes.

Borrar edición de PÁGINA nativa

CN-PAGE (comúnmente conocido como Native PAGE) separa las proteínas ácidas solubles en agua y de membrana en un gel de gradiente de poliacrilamida. No utiliza colorante cargado, por lo que la movilidad electroforética de las proteínas en CN-PAGE (en contraste con la técnica de cambio de carga BN- PAGE) está relacionado con la carga intrínseca de las proteínas. [3] La distancia de migración depende de la carga de proteína, su tamaño y el tamaño de los poros del gel. En muchos casos, este método tiene una resolución más baja que BN-PAGE, pero CN-PAGE ofrece ventajas siempre que el tinte de Coomassie interfiera con otras técnicas analíticas. , por ejemplo, se ha descrito como una técnica de separación a microescala muy eficaz para análisis FRET. [4] Además, CN-PAGE es más suave que BN-PAGE, por lo que puede retener conjuntos supramoleculares lábiles de complejos de proteínas de membrana que se disocian en las condiciones de BN-PAGE.

PÁGINA nativa cuantitativa editar

Los complejos de proteínas plegadas de interés se separan de forma limpia y predecible debido a las propiedades específicas del gel de poliacrilamida.Las proteínas separadas se eluyen continuamente en un eluyente fisiológico y se transportan a un recolector de fracciones. En cuatro a cinco fracciones de PAGE, cada uno de los cofactores metálicos se puede identificar y cuantificar absolutamente mediante ICP-MS de alta resolución. Las estructuras respectivas de las metaloproteínas aisladas se pueden determinar mediante espectroscopía de RMN en solución. [5]

La mayoría de las separaciones de proteínas se realizan utilizando un sistema tampón "discontinuo" (o DISC) que mejora significativamente la nitidez de las bandas dentro del gel. Durante la electroforesis en un sistema de gel discontinuo, se forma un gradiente iónico en la etapa inicial de la electroforesis que causa todos de las proteínas para enfocarse en una sola banda nítida. La formación del gradiente de iones se logra eligiendo un valor de pH en el que los iones del tampón se cargan solo moderadamente en comparación con las proteínas recubiertas con SDS. Estas condiciones proporcionan un entorno en el que las reacciones de Kohlrausch determinan la conductividad molar. Como resultado, las proteínas recubiertas de SDS se concentran varias veces en una zona delgada del orden de 19 μm en unos pocos minutos. En esta etapa, todas las proteínas migran a la misma velocidad de migración por isotacoforesis. Esto ocurre en una región del gel que tiene poros más grandes para que la matriz del gel no retarde la migración durante el evento de enfoque o "apilamiento". [6] [7] La ​​separación de las proteínas por tamaño se logra en la región inferior de "resolución" del gel. El gel de resolución normalmente tiene un tamaño de poro mucho más pequeño, lo que conduce a un efecto de tamizado que ahora determina la movilidad electroforética de las proteínas. Al mismo tiempo, la parte de separación del gel también tiene un valor de pH en el que los iones tampón en promedio tienen una carga mayor, lo que hace que "superen" las proteínas cubiertas con SDS y eliminen el gradiente iónico y, por lo tanto, el efecto de apilamiento.

Un sistema tampón discontinuo muy extendido es el sistema de tris-glicina o "Laemmli" que se apila a un pH de 6,8 y se resuelve a un pH de

8.3-9.0. Un inconveniente de este sistema es que estos valores de pH pueden promover la formación de enlaces disulfuro entre los residuos de cisteína en las proteínas porque el pKa de la cisteína varía de 8 a 9 y porque el agente reductor presente en el tampón de carga no se -migra con las proteínas. Los avances recientes en la tecnología de amortiguación alivian este problema resolviendo las proteínas a un pH muy por debajo del pKa de la cisteína (p. Ej., Bis-tris, pH 6,5) e incluyen agentes reductores (p. Ej., Bisulfito de sodio) que se mueven hacia el gel antes que el proteínas para mantener un ambiente reductor. Un beneficio adicional de usar tampones con valores de pH más bajos es que el gel de acrilamida es más estable a valores de pH más bajos, por lo que los geles se pueden almacenar durante largos períodos de tiempo antes de su uso. [8] [9]

Electroforesis en gel de gradiente SDS de proteínas Editar

A medida que se aplica voltaje, los aniones (y las moléculas de muestra cargadas negativamente) migran hacia el electrodo positivo (ánodo) en la cámara inferior, el ión principal es Cl - (alta movilidad y alta concentración). El glicinato es el ión de arrastre (baja movilidad y baja concentración). concentración). Las partículas de proteína SDS no migran libremente en el límite entre el Cl - del tampón de gel y el Gly - del tampón del cátodo. Friedrich Kohlrausch descubrió que la ley de Ohm también se aplica a los electrolitos disueltos. Debido a la caída de voltaje entre los tampones Cl - y glicina, las proteínas se comprimen (apilan) en capas delgadas de un micrómetro. [10] El límite se mueve a través de un gradiente de poros y la pila de proteínas se dispersa gradualmente debido a un aumento de la resistencia a la fricción de la matriz de gel. El apilamiento y desapilamiento ocurre continuamente en el gel de gradiente, para cada proteína en una posición diferente. Para un desapilamiento completo de proteínas, la concentración de gel de poliacrilamida debe exceder el 16% T. El sistema de dos geles de "Laemmli" es un gel de gradiente simple. La discontinuidad del pH de los tampones no tiene importancia para la calidad de la separación, y un "gel de apilamiento "con un pH diferente no es necesario.

La mancha de proteína más popular es Coomassie Brilliant Blue. Es un colorante aniónico, que se une de manera no específica a las proteínas. Las proteínas del gel se fijan con ácido ácido y se tiñen simultáneamente. El exceso de tinte incorporado al gel se puede eliminar decolorando con la misma solución sin tinte. Las proteínas se detectan como bandas azules sobre un fondo claro.

Cuando se necesita un método más sensible que la tinción de Coomassie, se suele utilizar la tinción con plata. La tinción con plata es un procedimiento sensible para detectar trazas de proteínas en geles, pero también puede visualizar ácidos nucleicos o polisacáridos.

Los métodos de visualización sin utilizar un tinte como Coomassie y plata están disponibles en el mercado. Por ejemplo, Bio-Rad Laboratories comercializa geles "sin manchas" para electroforesis en gel SDS-PAGE. Alternativamente, se pueden usar tintes fluorescentes reversibles de Azure Biosystems como AzureRed o Azure TotalStain Q.

Del mismo modo que en la electroforesis en gel de ácido nucleico, tinte de seguimiento se utiliza a menudo. Los tintes aniónicos de movilidad electroforética conocida se incluyen normalmente en el tampón de muestra. Un tinte de rastreo muy común es el azul de bromofenol. Este tinte está coloreado a pH alcalino y neutro y es una pequeña molécula cargada negativamente que se mueve hacia el ánodo. Al ser una molécula de gran movilidad, se adelanta a la mayoría de las proteínas.


Dr. Miriam Chebli

Gestión de datos clínicos en el Departamento de Servicios de Farmacología del Paciente (PPS), Soluciones Tempranas para el Paciente (EPS), responsable de todos los pasos en la gestión de datos, desde la construcción de la base de datos hasta el cierre de la base de datos.

Actual 3 años y 6 meses, desde 2018

Responsable de datos clínicos

Gestión de datos clínicos en el Departamento de Servicios de Farmacología del Paciente (PPS), Soluciones Tempranas para el Paciente (EPS), responsable de todos los pasos en la gestión de datos desde la construcción de la base de datos hasta el cierre de la base de datos.

Formación de Postgrado en Monitorización Clínica | Gestión de ensayos clínicos

Capacitación dual de 6 meses que consta de 3 meses de teoría intensiva (ver más abajo) y 3 meses de trabajo en proyectos - Manejo de datos clínicos - Principios médicos y farmacología - Principios legales y regulaciones para la investigación clínica (incluyendo ICH-GCP, AMG, DvH, GCP -V) - Logística de estudios clínicos y seguimiento clínico - Inglés comercial y jurídico, inglés en la industria farmacéutica - Formación en habilidades sociales - Coaching de aplicaciones

Investigador asociado (becario postdoctoral)

Instituto de Investigación Leibniz de Farmacología Molecular (FMP) Berlín

Departamento de Neurociencias Moleculares y Biofísica • Planificación, coordinación e implementación independientes de dos proyectos de investigación • Establecimiento independiente de nuevos métodos en el laboratorio • Responsabilidad conjunta de la organización y reubicación del laboratorio (equipos, mantenimiento, químicos) • Especialización: ingeniería de proteínas, aminoácidos no naturales , RMN, purificación de proteínas

Gerente de atención especializada

Área antitrombótica • Formación intensiva en el área de antitrombóticos y sistema cardiovascular • Gestión independiente del tiempo y desarrollo de los médicos a visitar en Berlín / Brandenburgo, planificación de rutas y citas • Participación en eventos médicos (mesas redondas, conferencias) • Participación en reuniones de retail

Asociado de investigación (para doctorado)

Instituto de Investigación Leibniz de Farmacología Molecular (FMP) Berlín

Departamento de Neurociencias Moleculares y Biofísica • Planificación, coordinación e implementación independientes de dos proyectos de doctorado • Publicación en revistas científicas de renombre y presentación en congresos internacionales • Cooperación global con socios académicos • Especialización: biología molecular, expresión de proteínas recombinantes, análisis de estructuras de rayos X, RMN, ITC, espectroscopia de CD, interacción liposoma-proteína, fosforilación, RALS, MALS


La primera leche en polvo lista para usar para la nutrición infantil fue desarrollada por Justus von Liebig en 1865; dos años más tarde, Henri Nestlé en Vevey cambió la receta y vendió el nuevo producto bajo su propia marca.
El primer método de producción de leche en polvo en los Estados Unidos fue inventado por Samuel R. Percy, con sede en la ciudad de Nueva York. Recibió una patente estadounidense el 9 de abril de 1872. En contraste, el primer proceso para la producción de leche en polvo fuera de Estados Unidos ocurrió años antes.

La leche entera tiene un contenido de agua de alrededor del 87,5 por ciento. Esto se reduce a alrededor del 3 por ciento para la producción de polvo (agua no libre). Se requieren alrededor de seis a siete litros de leche para producir un kilogramo de leche en polvo en polvo. La leche entera en polvo se elabora a partir de leche entera mediante secado. Antes de la etapa de secado, se aumenta la proporción de materia seca en los evaporadores. El producto terminado contiene alrededor del 26 por ciento de grasa, 25 por ciento de proteína y 38 por ciento de lactosa. La leche desnatada en polvo es un producto lácteo en polvo elaborado a partir de leche desnatada mediante secado (contenido de agua residual de alrededor del 4 por ciento). La leche en polvo desnatada contiene alrededor de un 36 por ciento de proteínas y un 52 por ciento de lactosa. [2] El suero en polvo se elabora a partir de suero. El suero es un subproducto de la elaboración del queso. El suero está disponible como suero dulce en polvo o suero ácido en polvo. El suero en polvo contiene alrededor de un 11 por ciento de proteína y un 70 por ciento de azúcar de leche. [3] Los métodos utilizados para la deshidratación se dividen en secado por aspersión y secado con rodillo. Con la deshidratación, la leche pierde algunas de sus vitaminas.

La leche en polvo se usa a menudo para hacer queso, yogur, confitería y productos horneados, especialmente chocolate, y como materia prima para alimentos instantáneos para bebés. La leche en polvo también se utiliza en áreas en las que los alimentos de larga duración y de peso reducido son importantes, por ejemplo, en el sector de ocio al aire libre o en zonas de desastre. En Bulgaria, el queso de salmuera se elabora en parte con leche en polvo. La sobreproducción de leche subvencionada en la UE y quizás también en Suiza y los Estados Unidos, que se procesa en gran medida para producir leche en polvo y se exporta, es de importancia económica. [4] [5] [6] En el curso de su política agrícola modificada, la UE ha estado comprando hasta la cantidad máxima de 109.000 t anuales (2006: 350.000 t, 2018 y 2019: 0 t) al precio de intervención de 1,698 EUR / kg de leche desnatada en polvo pulverizada Además de las restricciones, los organismos de intervención pueden comprarla hasta este precio máximo mediante licitación y almacenarla para su posterior venta [7].

Entre otras cosas, la leche se vuelve a hacer a partir de la leche en polvo. Esta leche luego se llama leche en polvo. La producción de leche en polvo tiene lugar de forma industrial (planta de leche en polvo) o en el hogar.

La leche desnatada en polvo se utiliza en bioquímica o biología molecular para bloquear sitios de unión no específicos de los anticuerpos utilizados con proteínas en reacciones de detección inmunológica, por ejemplo, después de una transferencia Western. [8º]

Además de la calidad de los alimentos, la leche en polvo también se ofrece en calidad de pienso o como cebo (boilie).

El químico alimentario Josef Tillmans ha realizado estudios en profundidad sobre las causas de la alteración del gusto en la leche en polvo. Recomienda almacenar la leche en polvo en recipientes bien cerrados en una habitación fresca a una temperatura constante y lejos del vapor de agua para evitar signos de descomposición. [9]

Según sus investigaciones, el polvo absorbe fácilmente la humedad del aire y se vuelve inicialmente arenoso (cristalización de lactosa), luego completamente insoluble (cristalización de caseína), hasta que finalmente desarrolla un olor y sabor desagradable (procesos de descomposición de proteínas bacteriológicas). La luz solar directa provoca un "sabor peculiar a sebo" (descomposición de la grasa por radiación ultravioleta). Por otro lado, el contacto con el oxígeno solo es relevante después de medio año a un año en el caso del polvo seco, cuando los procesos de oxidación de grasas se vuelven notorios. [9]

Para hacer la leche en polvo, vierta agua caliente sobre la leche en polvo, ya que se disuelve fácilmente cuando está fría. Si el polvo se ha almacenado adecuadamente de antemano, entonces, para la leche en polvo producida mediante el proceso de secado por aspersión ("proceso Krause"), el sabor de la leche en polvo preparada a partir de ella es "indistinguible de la leche fresca cocida". [9]

La desventaja de la producción de leche en polvo es el mayor gasto energético, especialmente al producir la leche en polvo. Otra desventaja es la necesidad de una planta de leche en polvo en el lugar de consumo si la leche en polvo no se va a producir en hogares individuales, que generalmente solo se proporciona para situaciones de emergencia en áreas de crisis. Además, las vitaminas se pierden por secado, aproximadamente lo mismo que en la producción de leche de larga duración. [10] Por esta razón, las vitaminas se vuelven a agregar más tarde a algunas leches en polvo. [11] Las ventajas son la posibilidad de almacenamiento por períodos de tiempo más largos (en bolsas de papel alrededor de seis meses), por lo que es adecuado para la creación de reservas de emergencia, los bajos costos de almacenamiento (poco espacio, sin tanques y sin necesidad de refrigeración), las buenas opciones de transporte resultantes para la leche en polvo, así como la opción de usar hervidores para preparar bebidas con leche caliente (por ejemplo, chocolate caliente) en un tiempo significativamente más corto.


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